Định lượng virus viêm gan siêu vi C bằng kỹ thuật Digital PCR

Tóm tắt

Đặt vấn đề: Viêm gan C là bệnh viêm gan do virus HCV gây ra, nếu không phát hiện bệnh sớm ở giai đoạn đầu, bệnh dễ tiến triển nhanh, gây tổn thương gan và ung thư gan. Tại Việt Nam, tỷ lệ nhiễm HCV có sự khác nhau theo vùng và giữa các nhóm nguy cơ, dao động từ 1 - 2.9% trong cộng đồng. Xét nghiệm HCV-RNA có ý nghĩa hết sức quan trọng trong việc quản lý bệnh, giúp quyết định thời điểm điều trị, theo dõi đáp ứng cũng như đánh giá thời điểm dừng điều trị. Kỹ thuật digital PCR (dPCR) là kỹ thuật mới, có nhiều ưu điểm vượt trội so với real-time PCR trong định lượng tải lượng HCV. Trong nghiên cứu này, quy trình dPCR được xây dựng trên mẫu amplicon (đã giải trình tự Sanger) và các điều kiện của phản ứng dPCR được xác định gián tiếp thông qua phương pháp real-time PCR. Quy trình dPCR được đề xuất như sau: nhiệt độ bắt cặp 60ºC, 500 nM mồi và 100 nM mẫu dò. Áp dụng trên 44 mẫu lâm sàng, quy trình dPCR có khả năng phát hiện và định lượng 02 mẫu HCV có nồng độ thấp. Kết quả đề tài cho thấy khả năng áp dụng kỹ thuật dPCR để phát hiện và định lượng HCV trong xét nghiệm thường quy.

Abstract

Background: Hepatitis C is a liver inflammation caused by the Hepatitis C virus (HCV). Failure to detect the disease in its early stage may lead to rapid progression and consequential liver damage. In Vietnam, the prevalence of HCV infection exhibits regional and risk group variations, ranging from 1% to 2.9% in the community. HCV-RNA testing plays a crucial role in managing the disease's progression, determining the optimal treatment timing, monitoring the response to treatment, and deciding the endpoint for treatment. The digital PCR (dPCR) technique is considered superior to other detection techniques (real-time PCR, ELISA, ect.). dPCR's advantages are specific, sensitive, and highly accurate detection/quantification. In this study, the dPCR assay was developed using amplicon samples (confirmed by Sanger sequencing), and the conditions of the dPCR reaction were determined by real-time PCR technique. The optimized dPCR assay was Ta at 600C, 500 nM forward and reverse primers, 100 nM probe. The dPCR test demonstrated a preference for samples containing a restricted number of target sequences compared to real-time PCR. The findings of this study showed the potential application of the dPCR technique in HCV detection/quantification testing.